WSTĘP

Zakres stosowania śliny jako pobieranego w sposób nieinwazyjny materiału wyjściowego w diagnostyce hormonalnej jest niezwykle szeroki [1, 2, 3]. Pierwsze próby oznaczenia stężenia hormonów w ślinie przeprowadzono w latach 70-tych XX wieku [4]. Łatwość pobrania śliny w warunkach domowych, bez konieczności stosowania specjalistycznego sprzętu, i możliwość przesyłania uzyskanych próbek zwykłą pocztą do laboratorium diagnostycznego, znalazła uznanie wśród lekarzy i pacjentów, szczególnie w Stanach Zjednoczonych i Europie Zachodniej. Wydaje się, że uwaga poświęcona temu tematowi w Polsce jest niewspółmiernie mała do jego potencjalnych możliwości. W dobie ciągłego niedoinwestowania służby zdrowia w Polsce, a co za tym idzie również ograniczonych nakładów na leczenie ambulatoryjne i diagnostykę laboratoryjną, niezbędne jest poszukiwanie oszczędności bez obniżania jakości leczenia. Tego typu oszczędności można osiągnąć przez zastosowanie śliny jako materiału alternatywnego do krwi lub moczu podczas oznaczania wielu hormonów i leków. Pobrania śliny, które mogą się odbywać w zasadzie w każdym miejscu i czasie, duża trwałość wielu hormonów w ślinie oraz łatwość transportu próbek pozwala zarówno na redukcję kosztów, jak również może wpłynąć na zmniejszenie częstości wizyt pacjentów w przychodniach specjalistycznych i szpitalach.

GŁÓWNE OGRANICZENIA STOSOWANIA ŚLINY DO POMIARU STĘŻENIA HORMONÓW

Ślina nie jest płynem wydzielniczym o stałym stężeniu składników. Szybkość jej wydzielania w ciągu doby jest zmienna, szczególnie ograniczona podczas snu, podwyższona przed posiłkami [5]. Stężenie hormonów w ślinie podlega większym fluktuacjom niż we krwi lub moczu i jest zależne od wielu czynników dodatkowych, wpływających na końcową wartość wyniku, takich jak stan jamy ustnej, ograniczenia w wydzielaniu śliny, dieta, wysiłek.

Najczęściej stężenia hormonów w ślinie są niskie i dlatego istotne jest unikanie zanieczyszczeń, które mogą prowadzić do zafałszowania wyników oznaczeń. Zanieczyszczenia te pojawiają się w ślinie ze spożywanej żywności, płynów, stosowanych leków i używek oraz krwi. Szczególnie ważne jest unikanie zanieczyszczeń krwią, w której stężenie hormonów jest wielokrotnie wyższe niż w ślinie [1]. Konieczne jest przeprowadzenie wywiadu dotyczącego stanu zdrowia jamy ustnej pacjenta, ewentualnych skaleczeń i wizyt u dentysty oraz opracowanie instrukcji pobrania śliny dla pacjenta. Próbki śliny z widoczną zawartością krwi powinny być dyskwalifikowane. Dostępne są również testy, które pozwalają na oszacowanie stężenia charakterystycznych dla krwi analitów (np. testy do oznaczania stężenia transferyny). Przykładowo, zanieczyszczenie śliny krwią już na poziomie 0,25% dla kortyzolu i 0,125% dla testosteronu istotnie zawyża wyniki oznaczeń.

Pomiar niskich stężeń hormonów w ślinie wymaga czułych metod diagnostycznych. Większość manualnych testów immunochemicznych stosowanych do oznaczeń w surowicy lub osoczu nie nadaje się do oznaczeń w ślinie a do rzadkości należą aplikacje wysokoczułych testów dla oznaczeń hormonów w ślinie na automatycznych analizatorach immunochemicznych [6].

Decyzja o oznaczaniu stężenia danego hormonu powinna być poprzedzona znajomością mechanizmu jego przenikania do śliny, który odbywa się w oparciu o wewnątrzkomórkową dyfuzję, ultrafiltrację lub transport aktywny. Niezestryfikowane hormony sterydowe (hormony nieskonjugowane), takie jak kortyzol, testosteron lub progesteron, są łatwo rozpuszczalne w warstwie białkowo-lipidowej błon komórkowych, podlegają mechanizmowi biernej dyfuzji i zgodnie z gradientem stężeń przenikają do komórek pęcherzykowych gruczołów ślinowych a ich stężenie w ślinie nie zależy od szybkości jej wytwarzania [5]. Oznaczenia stężenia tego typu hormonów są najbardziej wiarygodne i mają najszersze zastosowanie w diagnostyce hormonalnej. Osoczowe, nie związane z białkami nośnikowymi, zestryfikowane hormony sterydowe (hormony skonjugowane) są słabo rozpuszczalne w lipidach i przenikają do śliny wraz z wodą drogą ultrafiltracji pomiędzy komórkami pęcherzykowymi gruczołów ślinowych, co powoduje, że ich stężenie w dużym stopniu zależne jest od ilości wydzielanej śliny. Dlatego oznaczanie ich w ślinie może być mało wiarygodne, szczególnie gdy stosuje się stymulatory wydzielania śliny. Budowa cząsteczki wielu dużych hormonów białkowych, hormonów łatwo ulegających agregacji czy hormonów polarnych takich jak tyroksyna w dużym stopniu utrudnia ich przenikanie do śliny i ich stężenie w ślinie jest zależne od szybkości jej wypływu. Wyniki oznaczeń dla tych hormonów mogą być zależne od zbyt wielu trudnych do interpretacji zmiennych, aby mogły być przydatne diagnostycznie.

Podobnie jak dla pobrań krwi, nie ma uniwersalnej metody pobierania śliny, która pozwalałaby na wiarygodne oznaczenie wszystkich znajdujących się w ślinie hormonów. W zależności od przeznaczenia ślinę pobiera się bezpośrednio do pojemników (szklanych lub plastikowych) lub stosując obecne na rynku, wygodne dla pacjentów, zestawy do pobrań. Powszechnie stosowane zestawy składają się z sączka przypominającego tampon dentystyczny, który po kilkuminutowym przetrzymywaniu w jamie ustnej i nasączeniu śliną jest przenoszony do pojemnika i następnie odwirowywany. Jednym z problemów diagnostyki hormonalnej w ślinie są interferencje wynikające ze stosowania przez producentów sączków z różnego materiału, które adsorbując hormony, wpływają na ich stężenie w ślinie [7, 8]. Początkowo stosowane sączki bawełniane są obecnie krytykowane i zastępowane materiałami syntetycznymi. Innym problemem jest duża lepkość śliny i związane z tym trudności z dokładnym jej dozowaniem, spowodowane wysokim stężeniem mucyn – glikobiałek, które można usunąć poprzez wytrącanie w obniżonej temperaturze. Istnieje również prawdopodobieństwo obniżenia wiarygodności diagnostycznej wykonywanych oznaczeń wynikające z możliwości popełnienia błędu przedlaboratoryjnego, na skutek przeniesienia odpowiedzialności za prawidłowe pobranie materiału i przesłanie próbki na pacjenta, co ogranicza tą grupę do pacjentów świadomych i odpowiednio poinstruowanych. Nie bez znaczenia jest mała dostępność testów walidowanych do oznaczeń hormonalnych w ślinie, brak danych referencyjnych i materiałów kontrolnych oraz małe doświadczenie laboratoriów w wykonywaniu takich oznaczeń. Konieczne jest również zdobycie przez lekarzy doświadczenia w interpretowaniu uzyskanych wyników. Łatwość pobrań śliny i możliwość przesyłania próbek pocztą jest szczególnie w USA nadużywana przez firmy oferujące przez internet wykonanie kompleksowej diagnostyki hormonalnej. Wyniki tych oznaczeń są często niewiarygodne i mają niską wartość diagnostyczną dla prowadzących pacjentów lekarzy klinicystów.

ZALETY STOSOWANIA ŚLINY JAKO MATERIAŁU DO OZNACZEŃ LABORATORYJNYCH

Podstawową zaletą śliny jako materiału laboratoryjnego do oznaczeń hormonalnych jest łatwość jej nieinwazyjnego, nieuciążliwego dla pacjenta pozyskiwania, które nie wymaga obecności przeszkolonego personelu medycznego, co ogranicza koszty i daje swobodę czasu i miejsca pobrania. Dalsze oszczędności związane są z możliwością przeniesienia wykonywania pobrań koniecznych do diagnozowania chorego z oddziału szpitalnego do ambulatorium lub do domu pacjenta, np. podczas wielokrotnych oznaczeń hormonów sterydowych w rytmie dobowym czy badania zmian w ich stężeniu w testach dynamicznych. Nieinwazyjne pobranie śliny, w przeciwieństwie do pobrania krwi, powoduje znacznie mniejszy stres, który może być powodem podwyższenia stężenia, np. kortyzolu i w konsekwencji prowadzić do nieprawidłowego rozpoznania. Ślina jest materiałem z wyboru dla pacjentów z zaburzeniami lękowymi, u których stwierdza się fałszywie dodatnie wyniki kortyzolu we krwi. Pobrania w warunkach domowych ograniczają również ryzyko infekcji. Niskie stężenie w ślinie groźnych wirusów, takich jak np. HIV i WZW, zmniejsza ryzyko zarażenia się nimi przez personel medyczny i ogranicza niebezpieczeństwo zakażenia innych pacjentów. Występowanie w ślinie wydzielniczego inhibitora proteazy leukocytów SLPI (ang. secretory leukocyte protease inhibitor), który wykazuje aktywność antywirusową w stosunku do wolnego wirusa HIV-1, podwyższa bezpieczeństwo stosowania tego materiału do oznaczeń i predysponuje użycie śliny u pacjentów z AIDS, szczególnie w krajach Trzeciego Świata [9].

Nie bez znaczenia jest duża stabilność wielu hormonów zawartych w ślinie – znacznie mniejszy wpływ temperatury oraz warunków przechowywania na zmienność oznaczanych parametrów [10]. W wielu przypadkach najlepszymi markerami stanów chorobowych jest stężenie hormonów wolnych, nie związanych z białkami nośnikowymi, których poziom odzwierciedla wielkość aktywnej frakcji hormonów [11]. We krwi obie frakcje – wolna i związana z białkami – są obecne. Ze względu na zróżnicowanie wytwarzania białek wiążących, zależnie od stanu pacjenta (np. ciąża, wiek, choroby wątroby) ocena całkowitego stężenia hormonów we krwi może być myląca. Dodatkowo, stosowane leki mogą konkurować z hormonami o miejsce wiązania, zmieniając ich powinowactwo do białek nośnikowych, co wpływa na aktywność biologiczną hormonów. Bezpośrednie oznaczenie stężenia frakcji wolnej hormonów w surowicy testami immunochemicznymi, poza aprobowanymi testami dla wolnych hormonów tarczycy, nie osiągnęło wiarygodności koniecznej dla rutynowych testów diagnostycznych. Oszacowanie frakcji wolnej hormonów sterydowych w surowicy wymaga zastosowania żmudnych i kosztownych metod referencyjnych (np. metody dializy równowagowej w obecności radioaktywnego hormonu lub ultrafiltracji). Ze względu na trudną do pokonania dla dużych białek nośnikowych barierę błony komórkowej, ślina jest unikalnym materiałem biologicznym, do którego przedostają się przede wszystkim odpowiedzialne za aktywność biologiczną danego hormonu wolne hormony sterydowe, co pozwala na ich bezpośredni pomiar. Wykazano, że poziom wolnych hormonów w ślinie dobrze koreluje z poziomem wolnych hormonów w surowicy [5]. Oznaczenia niskich stężeń hormonów w ślinie metodami immunochemicznymi (np. testosteronu u kobiet) okazały się mało przydatne klinicznie, ze względu na występujące interferencje i słabą porównywalność wyników pomiędzy testami różnych producentów, co spowodowało zainteresowanie innymi technikami analitycznymi [12]. Z coraz większym powodzeniem, również w rutynowej diagnostyce, do pomiarów stężenia hormonów drobnocząsteczkowych w ślinie wprowadza się dynamicznie rozwijające się systemy wysokociśnieniowej chromatografii cieczowej sprzężonej ze spektrometrią masową (HPLC/MS) [13]. Systemy te wymagają najczęściej wstępnego oczyszczenia hormonów np. poprzez ekstrakcję z fazy stałej, ale dają możliwość równoczesnego oznaczania wielu hormonów. Nowoczesne systemy HPLC/MS nadają się również do analizy hormonów peptydowych w ślinie [14].

Podnoszony w poprzednim paragrafie problem zanieczyszczenia próbek śliny krwią na skutek zranienia jamy ustnej lub krwawienia z dziąseł, które mogą występować po umyciu zębów lub wizycie u dentysty, wydaje się być nadmiernie eksponowany. Użycie prostych testów paskowych do oznaczania zawartości krwi w moczu reagujących z hemoglobiną jest wystarczającym testem na wychwycenie zanieczyszczeń śliny krwią. Według Hofman [1], która przebadała tysiące próbek śliny, zanieczyszczenia krwią w sposób istotny zmieniające wyniki uzyskanych hormonów są niezmiernie rzadkie. Również początkowo niskie stężenia hormonów sterydowych w ślinie wzrastają na skutek stosowania kremów oraz plastrów w hormonalnej terapii zastępczej (HTZ) i mogą wielokrotnie przewyższyć stężenia tych hormonów w surowicy, stając się dobrym narzędziem do monitorowania terapii [15]. Nieinwazyjna metoda pobierania śliny jest preferowana dla osób, którym z powodów kulturowych, religijnych, związanych z wiekiem, problemami mentalnymi lub fizycznymi nie można pobrać krwi. Ślina w wielu oznaczeniach hormonalnych stosowana jest u niemowląt, a także u dzieci, które mogą potraktować pobranie jako zabawę.

PRZYKŁADY STOSOWANIA ŚLINY W OZNACZENIACH HORMONALNYCH

Hormony sterydowe

Z pośród wszystkich hormonów największe zastosowanie mają oznaczenia stężenia lipofilnych, nieskonjugowanych hormonów sterydowych.

Kortyzol

W rutynowej diagnostyce spośród hormonów sterydowych zdecydowanie najczęściej oznaczane jest stężenia kortyzolu. Wynika to zarówno ze stosunkowo wysokiego stężenia kortyzolu w ślinie, jak i dużego zapotrzebowania na oznaczenia tego hormonu w wielu jednostkach chorobowych [16]. Zastosowanie: diagnostyka hiperkortyzolemii (ocena rytmu dobowego, nocnych stężeń, supresji wydzielania w teście z deksametazonem), diagnostyka czynnościowa osi podwzgórzowo-przysadkowo-nadnerczowej po stymulacji kory nadnerczy syntetycznym ACTH, ocena poziomu kortyzolu jako hormonu stresu, kontrola suplementacji podczas leczenia hydrokortyzonem [17, 18]. Amerykańskie Towarzystwo Endokrynologiczne rekomenduje, ale też szczegółowo uwarunkowuje stosowanie oznaczeń kortyzolu w ślinie do monitorowania zespołu Cushinga [19].

Testosteron

Dla niskich stężeń testosteronu w ślinie, zwłaszcza u kobiet, preferowane są oznaczenia za pomocą HPLC/MS, których wiarygodność jest wyższa niż dla metod immunochemicznych [12]. Zastosowanie: diagnostyka hirsutyzmu u kobiet, diagnozowanie hipogonadyzmu i monitorowanie deficytu androgenów u mężczyzn, wykrywanie dopingu w sporcie (nieprawidłowy iloraz stężenia testosteronu do epitestosteronu), jako marker stopnia wytrenowania sportowców (iloraz stężenia testosteronu do kortyzolu) [20].

Progesteron, 17-OH-progesteron

Zastosowanie: progesteron – ocena indeksu owulacji (zastosowanie ograniczone – nie rozróżniona faza folikularna i lutealna cyklu), monitorowanie uwalniania hormonu z plastrów stosowanych podczas HTZ; 17-OH-progesteron – ocena funkcji łożyska, przydatne jako wygodne i skuteczne badanie skriningowe wrodzonego przerostu nadnerczy (niedobór 21-hydroksylazy) i innych bloków metabolicznych u dzieci przed wykonaniem profilu sterydowego w moczu i testów genetycznych [21].

Estradiol, estron, estriol

Zastosowanie: ocena funkcji jajników (wraz z progesteronem do kontroli cyklu u kobiet w diagnostyce niepłodności, w szczególności do stwierdzenia obecności owulacji), indywidualna kontrola poziomu hormonów u pacjentek podczas HTZ, testy predykcyjne przedwczesnego porodu (wskazuje na to wzrost poziomu estriolu lub stosunku estriol/progesteron) [22].

Androstendion, aldosteron

Zastosowanie: marker wydzielania androgenów nadnerczowych, marker pierwotnego aldosteronizmu, w testach stymulacyjnych z ACTH [23]. Pomiar stężenia androstendionu w ślinie u pacjentów z wrodzonym przerostem nadnerczy jest obok 17-OH-progesteronu wygodnym markerem wzmożonego wydzielania androgenów nadnerczowych oraz akceptowalnym markerem monitorowanie terapii.

Dehydroepiandrosteron (DHEA) i siarczan dehydroepiandrosteronu (DHEA-S)

Zastosowanie: DHEA – w zaburzeniach rytmu dobowego, monitorowanie zmian podczas dojrzewania i spadku stężenia z wiekiem, w psychologii jako hormon anty-stresu [24]. DHEA-S

jest we krwi najbardziej rozpowszechnionym hormonem sterydowym, ze względu na polarny charakter do śliny przedostaje się w niewielkiej ilości (0,1%). Stężenie DHEA-S

w ślinie jest niezwykle podatne na zanieczyszczenia krwią i zależne od szybkości jej wypływu, dlatego niektórzy autorzy uważają pomiar stężenia DHEA-S za mało wiarygodny. Zastosowanie (pomimo zastrzeżeń): potencjalnie użyteczny marker ciężkości depresji oraz w monitorowaniu leczenia pacjentek z chronicznymi migrenami [25].

Aminy cykliczne

Lipofilne aminy cykliczne analogicznie do nieskonjugowanych hormonów sterydowych przenikają do śliny na zasadzie biernego transportu a ich stężenie dobrze koreluje ze stężeniem hormonów w surowicy. W praktyce największe zastosowanie ma oznaczanie stężenia melatoniny oraz jej prekursorów (np. serotoniny): w chronobiologii u pacjentów z zaburzeniami snu, odwróconym rytmem dobowym dzień-noc, w badaniach funkcji szyszynki u noworodków [26, 27].

Hormony peptydowe

Mechanizm przenikania hormonów peptydowych do śliny w porównaniu z hormonami sterydowymi jest bardziej złożony i często nie do końca wyjaśniony a ich aktywny transport utrudnia interpretację korelacji wyników ich stężenia w ślinie i we krwi. Chociaż stężenie hormonów peptydowych oznaczano w ślinie już w latach 80-tych XX w., dopiero rozwój czułych metod immunochemicznych (np. elektrochemiluminescencji) oraz technik diagnostycznych stosowanych w proteomice [28] umożliwił wiarygodne oznaczenia dla niskich stężeń. W ostatnich latach ukazało się szereg prac przedstawiających wyniki oznaczeń hormonów peptydowych, związanych z otyłością (np. greliny, nesfatyna-1, leptyny, adiponektyny) [14, 29]. O ile jednak oznaczenia nieskonjugowanych hormonów niskocząsteczkowych mają uznane miejsce w rutynowej diagnostyce hormonalnej, to oznaczenia hormonów peptydowych nadal są na etapie badań naukowych. Pewne nadzieje wiąże się z oznaczeniami w ślinie tych hormonów peptydowych, które biorą udział w regulacji procesów zapalnych i proliferacji komórek (np. nabłonkowego czynnika wzrostu – EGF czy transformującego czynnika wzrostu alfa – TGF-α) szczególnie w monitorowaniu procesów nowotworowych. Ponieważ tkanki nowotworowe wydzielają znacznie więcej cytokin niż tkanki zdrowe, oznaczenia niektórych z nich w ślinie (np. interleukiny-8, leptyny) mogą być również przydatne w diagnostyce nowotworów [30].

PODSUMOWANIE

Ślina nie jest uniwersalnym materiałem do pomiaru stężenia hormonów, ale w wielu przypadkach jest obok moczu najlepszą alternatywą lub uzupełnieniem dla oznaczeń w osoczu i surowicy. Oznaczenia nieskonjugowanych hormonów niskocząsteczkowych, a w szczególności kortyzolu, znalazły swoje miejsce w rutynowej diagnostyce laboratoryjnej, natomiast oznaczenia hormonów peptydowych, poza nielicznymi wyjątkami, nadal są na etapie badań naukowych. Niezależnie od przedstawionych ograniczeń stosowania śliny do oznaczeń hormonalnych wydaje się, że jej rola jako alternatywnego materiału diagnostycznego w porównaniu z krajami Europy Zachodniej i USA jest w Polsce niedoceniana.

..............................................................................................................................................................

PIŚMIENNICTWO

1.     Hofman LF: Human saliva as a diagnostic specimen. J Nutr 2001; 131 (5): 1621S-1625S.

2.     Lewis JG: Steroid analysis in saliva: an overview. Clin Biochem Rev 2006; 27 (3): 139-146.

3.     Gröschl M: Current status of salivary hormone analysis. Clin Chem 2008; 54 (11): 1759-1769.

4.     Walker RF, Riad-Fahmy D, Read GF: Adrenal status assessed by direct radioimmunoassay of cortisol in whole saliva or parotid saliva. Clin Chem 1978; 24 (9): 1460-1463.

5.     Hold KM, De Boer D, Zuidema J, Maes RAA: Saliva as an analytical tool in Toxicology. Int J Drug Testing 1999; 1 (1): 1-36.

6.     Beko G, Varga I, Glaz E i wsp.: Cutoff values of midnight salivary cortisol for the diagnosis of overt hypercortisolism are highly influenced by methods. Clin Chim Acta 2010; 411 (5-6): 364-367.

7.     Gröschl M, Rauh M: Influence of commercial collection devices for saliva on the reliability of salivary steroids analysis. Steroids 2006; 71 (13-14): 1097-1100.

8.     Kidd S, Midgley P, Lone N i wsp.: A re-investigation of saliva collection procedures that highlights the risk of potential positive interference in cortisol immunoassay. Steroids 2009; 74 (8): 666-668.

9.     Shugars DC, Sweet SP, Malamud D, Kazmi SH, Page-Shafer K, Challacombe SJ: Saliva and inhibition of HIV-1 infection: molecular mechanisms. Oral Dis 2002; 8: (Suppl. 2): 169-175.

10.     Clements AD, Parker CR: The relationship between salivary cortisol concentrations in frozen versus mailed samples. Psychoendocrinology 1998; 23 (6): 613-616.

11.     Gozansky WS, Lynn JS, Laudenslager ML, Kohrt WM: Salivary cortisol determined by enzyme immunoassay is preferable to serum total cortisol for assessment of dynamic hypothalamic-pituitary-adrenal axis activity. Clin Endocrinol (Oxf) 2005; 63 (3): 336-341.

12.     Granger DA, Shirtcliff EA, Booth A, Kivlighan KT, Schwartz EB: The “trouble” with salivary testosterone. Psychoneuroendocrinology 2004; 29 (10): 1229-1240.

13.     Shibayama Y, Higashi T, Shimada K i wsp.: Simultaneous determination of salivary testosterone and dehydroepiandrosterone using LC–MS/MS: Method development and evaluation of applicability for diagnosis and medication for late-onset hypogonadism. J Chromatogr B 2009; 877 (25): 2615-2623.

14.     Rauh M, Gröschl M, Rascher W: Simultaneous quantification of ghrelin and desacyl-ghrelin by liquid chromatography tandem mass spectrometry in plasma, serum and cell supernatants. Clin Chem 2007; 53(5): 902-910.

15.     O’Leary P, Feddema P, Chan K, Taranto M, Smith M, Evans S: Salivary, but not serum or urinary levels of progesterone are elevated after topical application of progesterone one cream to pre- and postmenopausal women. Clin Endocrinol (Oxf) 2000; 53 (5): 615-620.

16.     Bartoszewicz Z: Ślina jako alternatywny materiał laboratoryjny dla oznaczeń kortyzolu – zalety i ograniczenia. LabForum 2005; 6: 7-8.

17.     Chojnowski K, Kondracka A, Bartoszewicz Z i wsp.: Kortyzol w ślinie w diagnostyce przesiewowej u chorych z przypadkowo wykrytymi guzami nadnerczy i podejrzeniem zespołu Cushinga – doniesienie wstępne. Pol J Endocrinol 2005; 56 (4): 689.

18.     Cardoso EML, Arregger AL, Tumilasci OR, Contreras LN: Diagnostic value of salivary cortisol in Cushing’s syndrome (CS). Clin Endocrinol (Oxf) 2009; 70 (4): 516-521.

19.     Nieman LK, Biller BMK, Findling JW i wsp.: The Diagnosis of Cushing’s Syndrome: An Endocrine Society Clinical Practice Guideline. J Clin Endocrinol Metab 2008; 93 (5): 1526-1540.

20.     Arregger AL, Contreras LN, Tumilasci OR, Aquilano DR, Cardoso EM: Salivary testosterone: a reliable approach to the diagnosis of male hypogonadism. Clin Endocrinol (Oxf) 2007; 67 (5): 656-662.

21.     Gröschl M, Rauh M, Dörr HG: Cortisol and 17-hydroxyprogesterone kinetics in saliva after oral administration of hydrocortisone in children and young adolescents with congenital adrenal hyperplasia due to 21-hydroxylase deficiency. J Clin Endocrinol Metab 2002; 87 (3): 1200-1204.

22.     Heine RP, McGregor JA, Goodwin M i wsp.: Serial salivary estriol to detect an increased risk of preterm birth. Obstet Gynecol 2000; 96 (4): 490-497.

23.     Manolopoulou J, Mulatero P, Maser-Gluth C i wsp.: Saliva as a medium for aldosterone measurement in repeated sampling studies. Steroids 2009; 74 (10-11): 853-858.

24.     Hucklebridge F, Hussain T, Evans P, Clow A: The diurnal patterns of the adrenal steroids cortisol and dehydroepiandrosterone (DHEA) in relation to awakening. Psychoneuroendocrinology 2005; 30 (1): 51-57.

25.     Patacchioli FR, Monnazzi P, Simeoni S i wsp.: Salivary cortisol, dehydroepiandrosteronesulphate (DHEA-S) and testosterone in women with chronic migraine. J Headache Pain 2006; 7 (2): 90-94.

26.     Borugian MJ, Gallagher RP, Friesen MC, Switzer TF, Aronson KJ: Twenty-four-hour light exposureand melatonin levels among shift workers. J Occup Environ Med 2005; 47 (12): 1268-1275.

27.     Bagci S, Mueller A, Reinsberg J, Heep A, Bartmann P, Franz AR: Saliva as a valid alternative in monitoring melatonin concentrations in newborn infants. Early Hum Dev 2009; 85 (9): 595-598.

28.     Schipper R, Loof A, de Groot J, Harthoorn L, van Heerde W, Dransfield E: Salivary protein/peptide profiling with SELDI-TOF-MS. Ann NY Acad Sci 2007; 1098: 498-503.

29.     Aydin S, Dag E, Ozkan Y i wsp.: Nesfatin-1 and ghrelin levels in serum and saliva of epileptic patients: hormonal changes can have a major effect on seizure disorders. Mol Cel Biochem 2009; 328 (1-2): 49-56.

30.     Rhodus NL, Ho V, Miller CS, Myers S, Ondrey F: NF-κB dependent cytokine levels in saliva of patients with oral preneoplastic lesions and oral squamous cell carcinoma. J Cancer Detect Prev 2005; 29 (1): 42-45.

..............................................................................................................................................................

*ADRES DO KORESPONDENCJI:

Zbigniew Bartoszewicz
Katedra i Klinika Chorób Wewnętrznych
i Endokrynologii WUM
02-097 Warszawa, ul Banacha 1a
e-mail: zbigniew.bartoszewicz@wum.edu.pl

Pracę nadesłano: 04.10.2010 r.
Przyjęto do druku: 09.03.2011 r.

Praca powstała na podstawie referatu wygłoszonego podczas XVII Zjazdu Polskiego Towarzystwa Diagnostyki Laboratoryjnej w Wiśle, 14-17.09.2010 r.